Сама процедура получения пуповинной крови должна выполняться в строгом соответствии принципам медицинской биоэтики. До начала забора крови необходимо получить согласие беременной женщины на его осуществление (Cullough et al., 1994).

Предварительная беседа с беременной для получения информированного согласия на выполнение всех манипуляций, начиная с эксфузии крови и заканчивая заполнением документации, проводится только медицинскими работниками. Ни в коем случае недопустимо выполнение любой из этих процедур персоналом, имеющим биологическое, химическое, фармацевтическое и другое немедицинское образование, ввиду нарушения установленных норм биоэтики и прав человека (Абдулкадыров, Романенко, 2003).

При положительных тестах на носительство HBsAg, наличие антител к возбудителям гепатита С, ВИЧ-инфекции и сифилиса пуповинную кровь не забирают, а образцы уже собранной крови выбраковываются и уничтожаются (Кетап et al., 1993; Cullough et al., 1994; Newburger et al., 1996; Toren et al, 1997).

Важным моментом применения пуповинной крови в клинике является оценка трансплантата, в основе которой лежит определение количества кроветворных стволовых клеток в образце кордовой крови и доз клеток, необходимых для пересадки (Bender et al., 1994; Gonzalez et al., 1997; Traineau, Dal Cortivo, 1998).

В настоящее время еще не разработаны стандарты оптимального количества клеток кордовой крови, требуемого для трансплантации. Нет общепринятой точки зрения даже на такие рутинные параметры, как количество СD34-позитивных клеток и CFU-GM. Некоторые авторы оценивают потенциал кроветворных клеток посредством анализа долгосрочных культур с определением содержания колониеобразующих единиц, общих для гранулоцитов, эритроцитов, моноцитов и мегакариоцитов — CFU-GEMM.

Однако в клинических условиях стандартная оценка трансплантата пуповинной крови включает, как правило, лишь определение количества ядросодержащих или мононуклеарных клеток (Pettengell et al, 1994).

Некоторые проблемы существут и в технологии хранения гемопоэтических клеток пуповинной крови. При криоконсервации ГСК для достижения оптимального режима их замораживания необходимо максимально уменьшить объем кордовой крови, а также предварительно удалить эритроциты во избежание гемолиза pi опасности развития реакции несовместимости по эритроцитарным антигенам (ABO, Rh).

Для этих целей пригодны различные способы выделения ядросодержащих клеток. В начале 90-х годов прошлого века наибольшее распространение получил метод выделения ядросодержащих клеток в градиенте плотности на основе фиколла с плотностью 1,077 г/мл или перкола с плотностью 1,080 г/мл.

Сепарация кордовой крови в градиенте плотности позволяет выделить преимущественно мононуклеарные клетки, но приводит к значительным потерям гемопоэтических клеток-предшественников — до 30-50% (Вгохтеуеr, 1991).

Седиментирующая эффективность гидроксиэтилкрахмала в процессе выделения кроветворных клеток кордовой крови оценивается по-разному. Одни авторы (Broxmeyer et al, 1989; Agarwal et al, 1993; Ultman et al., 1993; Моисеев и др., 1994; Denning-Kendall et al., 1996) указывают на низкое качество сепарации с помощью этого метода, другие исследователи, наоборот, среди всех возможных способов отдают предпочтение выделению ГСК пуповинной крови именно с использованием 6% раствора гидроксиэтилкрахмала. При этом подчеркивается высокая эффективность седиментации гемопоэтических клеток, которая, по некоторым данным, достигает от 84% (Herold et al, 1997, 1998) до 90% (Querol et al, 1998; Regidor et al, 1999).

Сторонники иной точки зрения считают, что практически все способы фракционирования сопряжены с большими потерями ядросодержащих клеток и предлагают производить сепарацию путем центрифугирования, разделяя пуповинную кровь на 3 фракции: эритроцитарную, лейкоцитарное кольцо и плазму.

Выделяя клетки таким способом, авторы установили, что содержание мононуклеарных клеток, ранних гемопоэтических клеток-предшественников и клеток с иммунофенотипом CD34+ в конечном итоге составило соответственно 90, 88 и 100% от исходного уровня (Ademokun et al., 1997). Подобные величины прироста очищенных этим методом клеток кордовой крови получены и другими исследователями (Piacibello et al., 1997): после седиментации выделено 92% ядросодержащих, 98% — мононуклеарных, 96% — СD34-позитивных клеток и 106% колониеобразующих единиц.

В конце 90-х годов в качестве седиментирующего средства широкое применение получила желатина. В клинической практике с помощью желатины ГСК из пуповинной крови выделяют с 1994 года. При использовании 3% раствора желатины эффективность выделения ядросодержащих клеток достигает 88-94% (Pahawa, 1994).

Широкомасштабное применение желатины при создании банка кордовой крови подтвердило ее преимущества перед другими седиментирующими средствами (Lazzari et al., 1996). Сравнительный анализ эффективности всех вышеперечисленных способов выделения ядросодержащих клеток в условиях их последовательного применения на каждом из тестируемых образцов пуповинной крови доказал, что оптимальным седиментатором по выходу мононуклеарных клеток с фенотипом CD34+/CD45+, а также по числу CFU-GM и CFU-GEMM является 3% раствор желатины. Значительно менее эффективными оказались методы с использованием градиента плотности фиколла, а также применение гидроксиэтилкрахмала и метилцеллюлозы, при которых потери гемопоэтических клеток достигали 60% (Denning-Kendall et al., 1996).

- Читать далее "Активность гемопоэтических клеток пуповинной крови. Жизнеспособность клеток кордовой клетки"